PRÁCTICA 4: Observación de bacterias del yogur

OBJETIVOS

Realizar una tinción simple de bacterias procedentes de de un yogur.
Realizar dos tipos de fijaciones bacterianas y saber en qué casos se recomienda una u otra.
Observar la morfología bacteriana y aprender a distinguir los distintos tipos de agrupaciones que existen.
Practicar con el microscopio al máximo aumento y con el correcto empleo del aceite de inmersión.

MATERIAL

Mechero Bunsen o de alcohol
Asa de siembra o aguja enmangada
Pinzas
Portaobjetos
Muestras bacterianas de origen natural: yogur, vinagre, sarro dental, suelo, etc.
Colorantes para tinción: Azul de metileno al 1%
Microscopio y aceite de inmersión.

BACTERIAS DEL YOGUR

El yogur es un producto lácteo producido por la fermentación natural de la leche. A escala industrial se realiza la fermentación añadiendo a la leche dosis del 3-4% de una asociación de dos cepas bacterianas: el Streptococcus termophilus, poco productor de ácido, pero muy aromático, y el Lactobacillus bulgaricus, muy acidificante. En esta preparación se podrán, por tanto, observar dos morfologías bacterianas distintas (cocos y bacilos) y un tipo de agrupación (estreptococos, cocos en cadenas arrosariadas). Además, el tamaño del lactobacilo (unos 30µm de longitud) facilita la observación aunque no se tenga mucha práctica con el enfoque del microscopio.

PROCEDIMIENTO
Realizar el frotis disolviendo una mínima porción de yogur en una pequeña gota de agua.
Secar suavemente a la llama de un mechero.
Fijar con metanol para eliminar parte de la grasa.
Teñir con azul de metileno durante 1-2 minutos.
Observar al máximo aumento del microscopio.

fotos práctica extracción ADN

PRÁCTICA 3: EXTRACCIÓN ADN

Toda la materia viva contiene ADN, para este experimento utilizaremos arvejas (guisantes) verdes. Pero también hay montones de otras fuentes de ADN, como por ejemplo:
Hígado de pollo
Fresas
Aguacate
kiwi.

MATERIAL:

tubo de ensayo
gradilla
probeta 50 ml
pipeta de 1 ó 5 ml
alcohol etílico
varilla de vidrio.

PROCESO:
Pon en una licuadora:
Tu fuente de ADN (más o menos 100 g ó 1/2 de taza de arvejas )
Un pellizco grande de sal de mesa (1g o 1/8 de cucharadita)
Agua fría. El doble de la cantidad de tu fuente de ADN (más o menos 200 ml o 1 de taza)
Licua todo a alta velocidad durante 15 segundos.
El licuado separa las células de las arvejas unas de otras, por lo que ahora tienes una muy diluida sopa de células de arvejas.

A continuación sigue los siguientes pasos:
1. Vierte tu sopa de células de arvejas a través de un colador en otro contenedor (como una taza medidora por ejemplo).
2. Vierte 30 ml del licuado en un tubo de ensayo.
3. Añade al tubo de ensayo 5 ml de detergente líquido.
4. Deja reposar la mezcla unos 7 min.
5. Añade 0’5 ml de licuado de papaya al tubo de ensayo y agita suavemente. Si lo haces demasiado enérgicamente puedes romper las moléculas de ADN.
6. Ladea a continuación el tubo y añade lentamente alcohol etílico al 70% hasta alcanzar aproximadamente la misma cantidad que de mezcla.
El ADN se elevará desde la mezcla de arvejas hasta la capa de alcohol. Puedes usar un palito de madera u otro tipo de gancho para arrastrar el ADN que está en el alcohol.

CUESTIONES:
§ ¿por qué se ha añadido detergente a la mezcla?
§ ¿Qué aspecto tiene el ADN? ¿por qué?

práctica 2: DETERMINACIÓN DE GLÚCIDOS EN LOS ALIMENTOS

MATERIALES:
Tubos de ensayo
Gradilla
Pinzas
Mechero
Pipetas
Solución de Lugol
Solución de Fehling A y B
Solución alcalina (sosa, potasa, bicarbonato, etc.)
ClH diluido
Soluciones al 5% de sacarosa.
Soluciones extraídas de la maceración de pasas y papas.

1. DETECCIÓN DE AZÚCARES REDUCTORES EN LOS ALIMENTOS.

FUNDAMENTO:
Los monosacáridos y la mayoría de los disacáridos poseen poder reductor, que deben al grupo carbonilo que tienen en su molécula. Este carácter reductor puede ponerse de manifiesto por medio de una reacción redox llevada a cabo entre ellos y el sulfato de Cobre (II). Las soluciones de esta sal tienen color azul. Tras la reacción con el glúcido reductor se forma óxido de Cobre (I) de color rojo. De este modo, el cambio de color indica que se ha producido la citada reacción y que, por lo tanto, el glúcido presente es reductor.

TÉCNICA:
Poner en los tubos de ensayo 2ml de la solución extraída de la maceración de pasas, papas y sacarosa. Añadir 1ml de solución de Fehling A (contiene CuSO4) y 1ml de Fehling B (lleva NaOH para alcalinizar el medio y permitir la reacción) Calentar los tubos a la llama del mechero hasta que hiervan. La reacción será positiva si la muestra se vuelve de color rojo y será negativa si queda azul o cambia a un tono azul-verdoso. Observar y anotar los resultados de los diferentes grupos de prácticas con las distintas muestras de glúcidos.

2. DETECCIÓN DE POLISACÁRIDOS EN LOS ALIMENTOS.

FUNDAMENTO:
El almidón es un polisacárido vegetal formado por dos componentes: la amilosa y la amilopectina. La primera se colorea de azul en presencia de yodo debido no a una reacción química sino a la adsorción o fijación de yodo en la superficie de la molécula de amilosa, lo cual sólo ocurre en frío. Como reactivo se usa una solución denominada lugol que contiene yodo y yoduro potásico. Como los polisacáridos no tienen poder reductor, la reacción de Fehling da negativa.

TÉCNICA:
Colocar en un tubo de ensayo 2ml de la solución de almidón. Añadir 3 gotas de la solución de lugol. Observar y anotar los resultados. Calentar suavemente, sin que llegue a hervir, hasta que pierda el color. Enfriar el tubo de ensayo al grifo y observar cómo, a los 2-3 minutos, reaparece el color azul.

3. HIDRÓLISIS DE LA SACAROSA FUNDAMENTO

La sacarosa es un disacárido que carece de poder reductor. Sin embargo, en presencia de ClH y en caliente, la sacarosa se hidroliza, es decir, incorpora una molécula de agua y se descompone en los monosacáridos que la forman, glucosa y fructosa, que sí son reductores. La prueba de que se ha verificado la hidrólisis se realiza con el licor de Fehling y, si el resultado es positivo, aparecerá un precipitado rojo. Si el resultado es negativo, la hidrólisis no se ha realizado correctamente y si en el resultado final aparece una coloración verde en el tubo de ensayo se debe a una hidrólisis parcial de la sacarosa.

TÉCNICA:
Tomar 3ml de solución de sacarosa y añadir 10 gotas de ClH diluido. Calentar a la llama del mechero durante unos 5 minutos. Dejar enfriar. Neutralizar añadiendo 3ml de solución alcalina. Realizar la prueba de Fehling como se indica en el experimento 1. Observar y anotar los resultados.

Fuente(s):
http://www.joseacortes.com/practicas/glu...

FOTOS PRÁCTICA ÓSMOSIS

FENÓMENOS OSMÓTICOS EN CÉLULAS DE PÉTALOS DE ROSA

Objetivos:
-Comprobar los fenómenos de ósmosis a través de membranas celulares en vegetales.
-Recordar la estructura general de las células vegetales y comprobar la importancia que tiene la concentración del medio en que están inmersas, para la vida de las células.

Fundamento:
La estructura básica de una célula vegetal, como la que vas a observar en la epidermis de del pétalo de rosa, es, desde el exterior hacia el interior de la célula.
- Pared celular: envoltura celulósica rígida que da la forma poligonal a la célula.
- Citoplasma delimitado por la membrana plasmática. Queda adosado a la pared celular, y dentro de él se puede reconocer una gran vacuola con el pigmento que da color al pétalo.
Al situar las células vegetales en medios hipotónicos (menor concentración que la célula) o hipertónicos (mayor concentración que la célula), la vacuola celular experimenta cambios de volumen debido a los fenómenos osmóticos. Cuando penetra agua al interior de la vacuola se produce la turgescencia, en el caso de que salga agua de la vacuola al exterior se produce la plasmolisis de la célula, quedando el citoplasma separado de la pared celular.

Material:
- Microscopio.
- Portaobjetos y cubreobjetos.
- Bisturí y pinzas.
- Agua destilada y disolución de cloruro sódico concentrada.
- Pétalos de rosa (preferiblemente rojas).

Método:
I CON AGUA DESTILADA
1. Con el bisturí has un suave corte rectangular en la parte del haz del pétalo. Luego, con ayuda de las pinzas tira con cuidado de la lámina superior ( epidermis) del pétalo. Procura no arrastrar tejido inferior.
2. Coloca el trozo de epidermis con una gota de agua en un porta. Has de procurar que la muestra quede perfectamente extendida, para ello puedes pinzar la muestra contra el porta ayudándote de las pinzas y lavarla con un suave chorro de agua, esto ayudará a desplegarla.
3. Coloca el porta encima CON MUCHO CUIDADO, para que no se formen burbujas de aire. Observa al microscopio.
II CON DISOLUCIÓN SALINA
Haz otra preparación de forma análoga, pero utilizando una gota de disolución concentrada de cloruro sódico en lugar de agua. Observa al microscopio.

Resultados:
Observa las preparaciones (1) y (2) al microscopio.
UTILIZA EN PRIMER LUGAR EL OBJETIVO MAS PEQUEÑO, ENFOCANDO CON EL MACRO. PASA DESPUES AL SIGUIENTE OBJETIVO ENFOCANDO CON EL MICRO. SI ES NECESARIO UTILIZA OTRO OBJETIVO DE MAS AUMENTO.
Haz dibujos de todo lo que observes.

Interpretación de los resultados:
Interpreta tus observaciones de acuerdo con tus conocimientos sobre la estructura de la célula vegetal y sobre los procesos osmóticos.

Observación musgos y helechos

Ambos tipos de vegetales guardan semejanzas entre si, tales como presentar un ciclo biológico haplo-diplonte con fase gametofítica y esporofítica bien marcada. Son vegetales con dependencia del agua para la reproducción. Este factor condiciona su hábitat que generalmente se localiza en los espacios húmedos y umbrios del bosque o fondos de barrancos.

MATERIAL:

• aguja enmangada


• pinzas


• lupa


• muestra de estudio: helechos, musgos

PROTOCOLO:

La observación es simple, únicamente se coloca la muestra bajo la lupa, iluminándola con la lámpara superior. Para una observación más detallada se pueden separar partes de estos vegetales con las pinzas y agujas enmangadas. Prestar especial atención a los esporangios.

OBSERVACIÓN MICROORGANISMOS PROTOCTISTAS

OBSERVACIÓN DE LOS MICROORGANISMOS DE UNA CHARCA
OBJETIVO:

Observar los microorganismos de una charca o los de una infusión.
MATERIAL: Microscopio. portaobjetos, cubreobjetos, infusión, papel de filtro, cuentagotas, pinzas, vaso de precipitados y colorante rojo neutro.
INTRODUCCIÓN:
La obtención de microorganismos (protozoos, algas unicelulares, etc.) se realiza de las siguientes maneras:
1.- Obtención de microorganismos de aguas estancadas.
Los microorganismos para la observación se pueden extraer directamente de una charca o agua estancada. O bien se puede preparar una infusión utilizando restos vegetales o estiércol que se dejará en agua durante varios días con el fin de que proliferen los suficientes organismos para su observación.
2.- Observación
Una vez en el laboratorio se extrae, con un cuentagotas, un poco de líquido del fondo de los frascos que se vierte en el centro de varios portaobjetos. Después de cubrirlos con los correspondientes cubreobjetos se observará cada preparación al microscopio utilizando primero pequeños aumentos y luego pasando a los de mayor aumento.
PROTOCOLO
1.- Observación directa
1.1.- Con un cuentagotas tomar unas gotas de líquido de la infusión, procurando que sea de las cercanías de residuos vegetales.
1.2.- Depositar dos o tres gotas en un portaobjetos limpio.
1.3.- Con unas pinzas finas coger una muestra muy pequeña de algún residuo vegetal, en avanzado estado de descomposición, y depositarlo en el mismo portaobjetos utilizado anteriormente.
1.4.- Colocar el cubreobjetos de tal manera que se evite la formación de burbujas.
1.5.- Secar el exceso de agua con ayuda de un trozo de papel de filtro.
1.6.- Observar al microscopio comenzando con el objetivo de menor aumento.
2.- Coloración vital
2.1.- Sobre un portaobjetos limpio realiza una nueva preparación siguiendo las instrucciones marcadas en el punto anterior.
2.2.- Añadir en el borde del cubre una gota de rojo neutro (disolución al 1 x 10.000) esperando que penetre en la preparación muy lentamente. Puede facilitarse la difusión del colorante colocando en el lado opMicroorganismosuesto del cubre, al que se puso la gota de rojo neutro, una tirita de papel de filtro. Al embeber el papel de filtro algo de agua de la preparación, se facilita la penetración del colorante. El rojo neutro, al impregnar muy ligeramente al microorganismo, da mayor contraste a los elementos morfológicos citoplasmáticos.
2.3.- Observar al microscopio comenzando con el objetivo de menor aumento para luego hacerlo con los de mayor aumento.

Práctica 7: "Determinación de grupos sanguíneos"

FUNDAMENTO
La determinación de grupos sanguíneos del sistema ABO se efectúa enfrentando los hematíes problema con antisueros de especificidad conocida: anti-A, anti-B y anti-A,B (grupo 0).
La presencia del antígeno D (Rho) se determina enfrentando los hematíes problema, en un medio proteico alto, con suero anti-D (Rho). La aglutinación o no-aglutinación de los hematíes ensayados, son indicativos de la presencia o ausencia del correspondiente antígeno en los mismos.
La variante Du , forma débil del antígeno D (Rho), puede detectarse mejor incubando la suspensión de hematíes con suero anti-D (Rho), efectuando a continuación la prueba de la antiglobulina.
MATERIALES
 Portaobjetos limpios
 Lancetas
 Palillos
 Sangre capilar
PROCESO
Tras dividir un portaobjetos en tres partes y haberlos denominado según el antisuero que acogerá cada uno, se añaden dichos antisueros anti-A, anti-B, anti-A,B y anti-D. Después se añadirán unas gotas de sangre en cada recuadro (la obtención de la sangre se hace por un método higiénico y rápido). Mezclar bien la sangre con el reactivo empleando palillos distintos para cada ensayo. Observaremos macroscópicamente si hay alguna aglutinación tras hacer reaccionar la sangre con los antisueros.
INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS
Si al término del periodo de reacción ( 2 minutos aproximadamente) no existiese ningún signo visible de aglutinación, se interpretaría como una reacción negativa a ese antisuero.
En cambio, si la reacción es positiva se observa que los hematíes aglutinan en segundos. Sin embargo para detectar los subgrupos más débiles de A debe agotarse el término de los 2 minutos, puesto que el suero anti-A puede aglutinar con cierta demora. El empleo rutinario del suero anti-A,B confirmará las sangres del grupo O.
RESULTADOS
En mi caso, se dio una aglutinación en la sangre mezclada con suero anti-A y anti-D. También se observó una leve aglutinación en el suero anti-A,B.
En conclusión, se deduce que mi grupo sanguíneo es A con Rh POSITIVO

Práctica 6: "Observación de células sanguíneas"

MATERIALES
Microscopio
Portaobjetos
Mechero de alcohol
Lanceta estéril
Cubeta de tinción
Frasco lavador
Alcohol absoluto
Solución de giemsa

TÉCNICA
Con la lanceta estéril realizar una punción en un pulgar.
Depositar una gota de sangre en la parte central de un portaobjetos.
Colocar un portaobjetos como indica el dibujo y deslizarlo sobre toda la superficie del porta de manera que se pueda obtener una fina película de sangre.
Colocar el frotis de sangre sobre la cubeta de tinción y añadir unas gotas de alcohol absoluto y dejar que el alcohol se evapore para fijar la preparación.
Cubrir con unas gotas de solución de giemsa y dejar actuar durante 15 minutos. Evitar la desecación del colorante agregando más líquido.
Lavar la preparación hasta que no queden restos de colorante.
Dejar secar aireando el porta o bien al calor muy lento de la llama del mechero.
Observar al microscopio.
OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA Al microscopio se verán con un dominio predominante los glóbulos rojos, hematíes o eritrocitos teñidos de color rojo. No tienen núcleo y son más delgados por el centro que por los bordes.Los glóbulos blancos o leucocitos se identifican fácilmente por la presencia de núcleo, teñido en un tono más oscuro. Hay varias clases de leucocitos:
Linfocitos: de tamaño aproximado al de los glóbulos rojos, tienen un solo núcleo que ocupa casi todo el glóbulo.
Monocitos: son los leucocitos mayores, poco frecuentes normalmente, núcleo grande, redondo, son los más móviles y su función principal es la fagocitosis.
Granulocitos o Polimorfonucleares: núcleo fragmentado o arrosariado. Pueden ser eosinófilos, con abundantes granulaciones teñidas de rojo y núcleo bilobulado, neutrófilos de núcleo multilobulado y basófilos.
Las plaquetas no son visibles ya que precisan una técnica especial de tinción

Fotos práctica observación mitosis en células raíz